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Combien de gènes possède D. melanogaster ?

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Évidemment, il n'y a pas de nombre exact à 100%, mais je suis tombé sur flybase, l'étalon-or pour l'annotation. Je suis confus maintenant. "Gènes localisés au génome", c'est ce que je recherche ? Si oui, que signifie « Gènes non localisés dans le génome » ?


ÉDITER

Correspondance personnelle avec le représentant de FlyBase.org

Dans FlyBase, nous recueillons des informations sur les gènes et les phénotypes depuis plus de 20 ans, y compris des informations provenant d'articles et de ressources plus anciens que cela. Nous annotons les modèles de gènes sur l'assemblage du génome de Drosophila melanogaster et, si possible, associons ces annotations à d'autres informations (par exemple, phénotype, fonction, etc.) connues sur le gène. Cependant, dans certains cas, en particulier pour les gènes et les phénotypes qui ont été décrits dans la littérature antérieure avant le séquençage du génome, nous avons encore des informations sur ces gènes mais nous n'avons pas pu associer ces informations à une annotation du génome. Ce sont ce que nous appelons les gènes non localisés (c'est-à-dire ceux sans annotation sur le génome).


Drosophila melanogaster comme système modèle pour étudier la biologie mitochondriale

Les mitochondries jouent un rôle essentiel dans l'homéostasie cellulaire. Bien qu'au cours des dernières décennies, notre connaissance des mitochondries ait considérablement augmenté, les mécanismes impliqués dans le contrôle de la biogenèse mitochondriale restent largement inconnus. La puissante génétique de Drosophile combinés à une multitude de techniques de biologie cellulaire et moléculaire disponibles, font de cet organisme un excellent système pour étudier les mitochondries. Dans ce chapitre, nous passerons brièvement en revue les opportunités qui Drosophile propose comme système modèle et décrit en détail comment purifier les mitochondries de Drosophile et pour effectuer l'analyse de l'expression des gènes du développement en utilisant in situ hybridation.


Formats du gestionnaire de citations

Par Mark D. Adams , Susan E. Celniker , Robert A. Holt , Cheryl A. Evans , Jeannine D. Gocayne , Peter G. Amanatides , Steven E. Scherer , Peter W. Li , Roger A. Hoskins , Richard F. Galle , Reed A. George , Suzanna E. Lewis , Stephen Richards , Michael Ashburner , Scott N. Henderson , Granger G. Sutton , Jennifer R. Wortman , Mark D. Yandell , Qing Zhang , Lin X. Chen , Rhonda C. Brandon , Yu-Hui C. Rogers , Robert G. Blazej , Mark Champe , Barret D. Pfeiffer , Kenneth H. Wan , Clare Doyle , Evan G. Baxter , Gregg Helt , Catherine R. Nelson , George L. Gabor , Miklos , Josep F Abril , Anna Agbayani , Hui-Jin An , Cynthia Andrews-Pfannkoch , Danita Baldwin , Richard M. Ballew , Anand Basu , James Baxendale , Leyla Bayraktaroglu , Ellen M. Beasley , Karen Y. Beeson , PV Benos , Benjamin P. , Deepali Bhandari , Slava Bolshakov , Dana Borkova , Michael R. Botchan , John Bouck , Peter Brokstein , Phillipe Brottier , Kenneth C. Burtis , Dana A. Busam , Heather Butler , Edouard Cad ieu , Angela Center , Ishwar Chandra , J. Michael Cherry , Simon Cawley , Carl Dahlke , Lionel B. Davenport , Peter Davies , Beatriz de Pablos , Arthur Delcher , Zuoming Deng , Anne Deslattes Mays , Ian Dew , Suzanne M. Dietz , Kristina Dodson , Lisa E. Doup , Michael Downes , Shannon Dugan-Rocha , Boris C. Dunkov , Patrick Dunn , Kenneth J. Durbin , Carlos C. Evangelista , Concepcion Ferraz , Steven Ferriera , Wolfgang Fleischmann , Carl Fosler , Andrei E. Gabrielian , Neha S. Garg , William M. Gelbart , Ken Glasser , Anna Glodek , Fangcheng Gong , J. Harley Gorrell , Zhiping Gu , Ping Guan , Michael Harris , Nomi L. Harris , Damon Harvey , Thomas J. Heiman , Judith R. Hernandez , Jarrett Houck , Damon Hostin , Kathryn A. Houston , Timothy J. Howland , Ming-Hui Wei , Chinyere Ibegwam , Mena Jalali , Francis Kalush , Gary H. Karpen , Zhaoxi Ke , James A. Kennison , Karen A. Ketchum , Bruce E. Kimmel , Chinnappa D. Kodira , Cheryl Kraft , Saul Kravitz , David Kulp , Zhongwu Lai , Paul L asko, Yiding Lei, Alexander A. Levitsky, Jiayin Li, Zhenya Li, Yong Liang, Xiaoying Lin, Xiangjun Liu, Bettina Mattei, Tina C. McIntosh, Michael P. McLeod, Duncan McPherson, Gennady Merkulov, Natalia V. Milshina, Mobarry , Joe Morris , Ali Moshrefi , Stephen M. Mount , Mee Moy , Brian Murphy , Lee Murphy , Donna M. Muzny , David L. Nelson , David R. Nelson , Keith A. Nelson , Katherine Nixon , Deborah R. Nusskern , Joanne M. Pacleb , Michael Palazzolo , Gjange S. Pittman , Sue Pan , John Pollard , Vinita Puri , Martin G. Reese , Knut Reinert , Karin Remington , Robert DC Saunders , Frederick Scheeler , Hua Shen , Bixiang Christopher Shue , Inga Sidén- Kiamos , Michael Simpson , Marian P. Skupski , Tom Smith , Eugene Spier , Allan C. Spradling , Mark Stapleton , Renee Strong , Eric Sun , Robert Svirskas , Cyndee Tector , Russell Turner , Eli Venter , Aihui H. Wang , Xin Wang , Zhen-Yuan Wang , David A. Wassarman , George M. Weinstock , Jean Weissenbach , Sherita M. Williams , Trevor Woodage , Kim C. Worley , David Wu , Song Yang , Q. Alison Yao , Jane Ye , Ru-Fang Yeh , Jayshree S. Zaveri , Ming Zhan , Guangren Zhang , Qi Zhao , Liansheng Zheng , Xiangqun H. Zheng , Fei N. Zhong , Wenyan Zhong , Xiaojun Zhou , Shiaoping Zhu , Xiaohong Zhu , Hamilton O. Smith , Richard A. Gibbs , Eugene W. Myers , Gerald M. Rubin , J. Craig Venter


Résultats

La coloration par immunofluorescence indique que le D. virilis dot chromosome est en grande partie euchromatique, contrairement à l'hétérochromatique D. melanogasterpoint chromosomique

Le chromosome du point de D. melanogaster est largement hétérochromatique, avec quelques domaines d'euchromatine intercalés [24]. Coloration immunofluorescente de D. melanogaster les chromosomes polytènes utilisant l'anticorps HP1 montrent un motif en bandes sur le chromosome du point. De nombreuses espèces dans le Drosophile genre étroitement lié à D. melanogaster partager ce motif de coloration, y compris D. simulans, D. yakuba, et D. pseudoobscura (données non présentées). Dans D. melanogaster, la coloration avec un anticorps contre l'histone H3 méthylée à la lysine 9 (anti-H3K9me) coïncide avec la coloration HP1, à un niveau légèrement inférieur à celui observé dans l'hétérochromatine péricentrique [21] (Figure 1a). En revanche, le chromosome du point de D. virilis ne se colore pas avec l'anti-HP1 ou l'anti-H3K9me (figure 1b), ce qui permet de conclure que la partie en bandes du chromosome du point de D. virilis est généralement euchromatique.

Identification des fosmides à partir du chromosome dot de D. virilis

Les chromosomes de D. virilis ont tendance à correspondre aux portions correspondantes des chromosomes de D. melanogaster [39]. Nous avons comparé la séquence génomique récemment publiée pour D. pseudoobscura [37, 40] avec le D. melanogaster dot les gènes des chromosomes pour rechercher des régions de similitude de séquence suffisante pour agir comme des sondes d'hybridation conservées. Les sondes souhaitées (voir Matériels et méthodes) ont été radiomarquées et utilisées pour cribler un D. virilis banque génomique (fosmides BDVIF01, souche Tucson 15010-1001.10, disponible repérée sur un seul filtre) à faible stringence. Les clones positifs ont été vérifiés et caractérisés par in situ hybridations aux chromosomes polytènes des glandes salivaires larvaires du troisième stade de D. virilis. Les résultats des échantillons sont illustrés à la figure 2. Onze fosmides ont été récupérés avec une homologie avec le chromosome du point de D. virilis, et sept fosmides ont été récupérés avec une homologie avec les principaux bras chromosomiques. Basé sur in situ résultats de l'hybridation, l'ordre des clones fosmides sur le chromosome du point est le suivant : les contigs 30, 103 et 106 semblent se regrouper près des contigs centromères, les contigs 67, 72 et 91 sont au milieu du chromosome et les contigs 50 et 113 s'hybrident près du télomère. Il existe également un signal mineur avec la sonde contig 30 près du télomère, cela peut être le résultat d'un élément répétitif présent dans plusieurs régions du chromosome.

In situ hybridations de fosmides à D. virilis chromosomes polytènes. L'ADN de fosmide a été marqué et utilisé pour in situ hybridation sur des chromosomes polytènes dénaturés de D. virilis. Trois exemples sont présentés (de gauche à droite : contigs 106, 72, 113) démontrant l'hybridation à une bande spécifique sur le chromosome du point (tête de flèche). Dans certains cas, le signal est associé au chromocentre, probablement en raison de séquences répétitives partagées avec la bande sur le point. In situ les hybridations ont été réalisées avec au moins un fosmide de chaque contig du chromosome dot avec des résultats similaires (données non présentées). Voir le tableau 1 pour les emplacements chromosomiques des autres fosmides.

Séquençage et annotation des fosmides

Les 18 fosmides récupérés du criblage ont été séquencés en collaboration avec le Genome Sequencing Center de la Washington University School of Medicine. Des bibliothèques de sous-clones plasmidiques ont été préparées et environ 600 sous-clones de chaque fosmide ont été séquencés aux extrémités. Les séquences ont été assemblées et finies de haute qualité par des étudiants de premier cycle de l'Université de Washington dans le cours Bio 4342 "Research Explorations in Genomics", en utilisant fred, phrasé, et condamné [41–43]. Les séquences finies avaient un taux d'erreur estimé à moins de 0,01 % et montraient in silico des digestions de restriction qui correspondent aux digestions obtenues à partir du fosmide de départ avec un minimum de deux enzymes. Les élèves ont annoté les séquences terminées en recherchant des gènes, des éléments répétitifs et d'autres caractéristiques, comme décrit dans Matériels et méthodes. Quatre paires de fosmides ont un chevauchement de séquence significatif, chaque paire a été regroupée en un seul contig de séquence non redondante (contigs 30, 50, 67 et 80).

L'annotation initiale était axée sur la recherche de gènes. D. virilis est suffisamment proche du point de vue de l'évolution pour D. melanogaster que les régions codant pour les protéines sont bien conservées. Des algorithmes de prédiction de gènes et des outils de recherche d'alignement local (tels que GENSCAN et BLAST voir Matériels et méthodes) ont été utilisés pour annoter les gènes et déterminer les limites intron-exon. Dans la plupart des cas, il a été possible d'identifier la totalité de la région codante du gène, mais le niveau élevé de divergence des séquences a rendu impossible la définition des régions non traduites [36]. Comparaison de la D. virilis contigs avec des régions homologues de la D. melanogaster dot chromosome a identifié des régions spécifiques où la synténie a été maintenue, ainsi que les régions où des inversions se sont produites. La figure 3 montre une comparaison de deux D. virilis contigs avec les régions homologues de la D. melanogaster chromosomiques. Résultats d'annotation détaillés et comparaisons entre l'autre individu D. virilis fosmides et leurs régions homologues dans D. melanogaster sont disponibles en tant que fichier de données supplémentaires 1 (séquences chromosomiques à points) et fichier de données supplémentaires 2 (séquences chromosomiques sans points). A noter que la contrainte de D. virilis utilisé ici est une souche différente de celle récemment séquencée (par Agencourt Bioscience Corporation, Beverly, MA, USA). Les deux souches diffèrent d'environ 1% de substitutions de bases, avec de nombreuses insertions ou délétions (indels), mais présentent une organisation similaire au niveau des gènes (CDS, observation non publiée). Le séquençage basé sur des clones utilisé ici permet d'obtenir des inférences plus précises dans les régions hautement répétitives. Les séquences les plus susceptibles d'être manquées dans les techniques de tir à génome entier sont les répétitions [38].

Carte pour deux exemples de contigs de D. virilis (Dv) en comparaison avec des régions homologues de la D. melanogaster (Dm) génome. Montré sont deux contigs de D. virilis avec les régions correspondantes de D. melanogaster. Les séquences de codage (boîtes bleu foncé) sont indiquées au-dessus de chaque diagramme. Dans le cas d D. melanogaster, la barre bleu foncé épaisse indique les cadres de lecture ouverts (ORF) et la barre aqua mince indique les UTR pour lesquels seuls les ORF sont identifiés D. virilis. Les séquences répétées sont présentées ci-dessous : les cases rouges sont des fragments de transposon d'ADN, tandis que d'autres éléments répétitifs sont représentés par des cases jaunes. (une) Contig 112 représente un clone de l'un des gros chromosomes de D. virilis. Alors que les orientations de Egfr et CG10440 sont les mêmes l'un par rapport à l'autre, il y a une grande répétition en tandem entre les deux gènes dans D. virilis, mais pas dans D. melanogaster. (b) Contig 67 représente un clone du chromosome dot de D. virilis. La structure de la région génomique est similaire à la région correspondante dans D. melanogaster, mais il y a plus d'espace intergénique dans D. virilis, alors que dans D. melanogaster, il y a plus d'éléments transposables dans les introns. Tous les fosmides décrits ici avec des régions homologues dans D. melanogaster ont été annotées de la même manière, les cartes sont disponibles dans les fichiers de données supplémentaires. Échelle : une division équivaut à 5 ko.

Le tableau 1 montre tous les contigs séquencés, donnant leurs tailles totales, répertoriant les gènes annotés et fournissant les noms de clones (Centre BACPAC). In situ les résultats d'hybridation ont identifié les fosmides comme étant soit sur le chromosome du point, soit sur un D. virilis chromosome. Entre parenthèses après chaque gène se trouve la position chromosomique du gène dans le génome de D. melanogaster. La figure 4 cartographie les contigs du chromosome dot de D. virilis au chromosome point de D. melanogaster basé sur la présence de gènes orthologues. Trois des contigs (67, 106 et 113) sont complètement synténiques par rapport au D. melanogaster point chromosomique. Un contig, 103, est complètement synténique en ce qui concerne ses gènes du chromosome dot, mais contient également CG5367, un gène du deuxième chromosome de D. melanogaster. Quatre contigs (30, 72, 50 et 91) contiennent des gènes qui proviennent exclusivement du chromosome du point de D. melanogaster mais montrent des preuves d'un nombre élevé d'inversions par rapport à la D. melanogaster chromosome. Par exemple, contig 30 contient à la fois la poêle et Casquettes, des gènes qui proviennent des côtés opposés de la portion baguée du D. melanogaster point chromosomique. (Ce réarrangement a également été observé dans des études antérieures [31].) Sur les 28 gènes identifiés dans le D. virilis dot clones chromosomiques, un seul se trouve ailleurs dans le D. melanogaster génome. Dans le D. virilis contigs des principaux chromosomes, quatre (contigs 13, 112, 121, 122) sont complètement synténiques par rapport aux régions de gènes homologues de D. melanogaster, et deux (contigs 11 et 80) montrent des inversions au sein des chromosomes. Un seul contig chromosomique majeur (80) contient un gène qui se trouve sur le chromosome du point dans D. melanogaster. Contig 80 est mappé à un bras majeur de D. virilis il contient D. melanogaster gène du chromosome point CG1732 flanqué de plusieurs gènes de D. melanogaster chromosome 3. Au total, les fosmides séquencés représentent 372 650 pb de séquence du chromosome dot de D. virilis et 273 110 pb de séquence des principaux chromosomes. D. virilis les contigs 72 et 91 du chromosome du point et 11 et 80 des bras principaux ont montré un tel réarrangement qu'il était impossible de définir des zones homologues précises à partir de D. melanogaster. Ces contigs n'ont pas été utilisés dans des comparaisons de taille d'intron, de pourcentage d'ADN transcrit ou dans aucun des calculs de densité de répétition. Des cartes représentant les emplacements et les tailles des gènes et des répétitions dans chaque contig sont disponibles dans les fichiers de données supplémentaires 1 et 2.

Carte de la D. virilis (Dv) contigs du chromosome du point par rapport au chromosome du point de D. melanogaster (Dm). En bas, une carte des gènes du D. melanogaster point chromosomique. Les barres colorées avec des étiquettes représentent des gènes pour lesquels nous avons identifié un homologue (complet ou partiel) dans le D. virilis fosmides séquencés. Les cases colorées au-dessus de la barre d'échelle sont des représentations schématiques (pas à l'échelle) du D. virilis contigs. Immédiatement au-dessus de la barre d'échelle se trouve une représentation des contigs séquencés qui contiennent des régions synténiques de D. virilis, où les gènes sont dans le même ordre et la même orientation que dans D. melanogaster. Dans la partie supérieure de la figure se trouvent les contigs mappés au D. virilis chromosome dot qui sont réarrangés par rapport au D. melanogaster point chromosomique. Les cases sont codées par couleur pour représenter les gènes présents dans le contig, avec des lignes pointillées se connectant pour montrer l'étendue du réarrangement. Notamment, le contig 30 contient à la fois la poêle et Casquettes, qui se trouvent sur les côtés opposés de la partie baguée du D. melanogaster point chromosomique.

Taille moyenne des introns et pourcentage d'ADN transcrit

Alors que les régions centromériques sont riches en ADN satellite et relativement pauvres en gènes [3], la densité de gènes (définie comme le nombre de gènes par Mb) dans la partie en bandes du chromosome du point est similaire aux principaux chromosomes de D. melanogaster [19] (66,5 gènes/Mb pour le point et 74,6 gènes/Mb pour les chromosomes majeurs pour les régions analysées ici). Ceci est également vrai pour les régions du D. virilis génome que nous avons séquencé (62,2 gènes/Mb pour le dot et 67,3 gènes/Mb pour les chromosomes majeurs). Observation des quelques gènes hétérochromatiques qui ont été clonés et séquencés (par exemple, léger [44]) suggère que ces gènes peuvent avoir des introns plus gros en moyenne, et cela a été rapporté pour D. melanogaster les gènes du chromosome dot [19]. La taille moyenne des introns, définie comme la longueur totale des introns divisée par le nombre total d'introns, est de 448 pb (± 126 pb) pour notre échantillon des principaux D. virilis chromosomes et 405 pb (± 110 pb) pour les régions correspondantes de D. melanogaster. D. virilis les gènes du chromosome dot dans notre échantillon ont une longueur d'intron moyenne de 890 pb (± 179 pb) dans les régions homologues du D. melanogaster génome, il est de 859 pb (± 115 pb). La figure 5 montre un graphique qui compare les fonctions de distribution cumulative de la taille des introns des chromosomes en points avec les chromosomes principaux. En raison de la distribution non normale des tailles d'intron, le test non paramétrique de Kolmogorov-Smirnov (KS) est utilisé pour évaluer la signification statistique dans les comparaisons par paires. Le test KS indique que la différence dans la distribution des tailles d'intron entre les deux chromosomes de points n'est pas statistiquement significative (D = 0,1237, p = 0,2816). Cependant, la distribution des tailles d'intron pour les chromosomes en points est significativement différente de celle des chromosomes majeurs pour les deux espèces (D = 0,223, p = 0,0496 et D = 0,245, p = 0,0291 pour D. virilis et D. melanogaster, respectivement).

Distribution des tailles d'intron dans D. virilis par rapport à D. melanogaster. Introns de tous D. virilis et D. melanogaster les gènes des contigs étudiés ont été séparés en groupes en fonction de leur taille. Le numéro sur le X l'axe représente la taille minimale d'intron qu'un intron est compté dans ce bac s'il a autant de bases ou moins. Les oui axe correspond au pourcentage du total des introns qui tombent dans ce bac. Les deux chromosomes de points ont des distributions de taille d'intron significativement similaires, qui diffèrent significativement de celles des bras chromosomiques principaux.

Le pourcentage d'ADN transcrit, défini comme la longueur du transcrit primaire sur la longueur totale de la séquence, est plus similaire entre les chromosomes homologues qu'entre les chromosomes en points et les chromosomes principaux. (Dans ce cas, les régions 5' et 3' non traduites (UTR) n'ont pas été notées dans les calculs du pourcentage d'ADN transcrit, car ces régions n'ont pas pu être identifiées dans le D. virilis gènes.) Les régions séquencées du D. virilis et des régions comparables de la D. melanogaster les chromosomes dot ont des densités de transcription de 58,7% et 51,0%, respectivement, tandis que les densités de transcription des chromosomes principaux sont de 22,2% pour D. virilis et 25,9% pour D. melanogaster. La différence de pourcentage d'ADN transcrit entre les contigs point et non point reflète la plus grande taille moyenne des introns dans les gènes du chromosome point.

(dC-dA)·(dG-dT) fréquence de répétition des dinucléotides

Un marqueur de l'euchromatine est la présence d'abondantes répétitions dinucléotidiques (dC-dA)·(dG-dT), également appelées répétitions CA/GT. In situ l'hybridation montre que ces répétitions sont largement distribuées dans l'euchromatine, mais que le chromosome dot de D. melanogaster a une densité beaucoup plus faible de ces répétitions [5]. Le chromosome du point de D. virilis a une fréquence de répétition CA/GT similaire à celle de ses principaux autosomes, comme le montre in situ hybridation [33]. Analyse de répétition dinucléotidique des séquences de la D. virilis fosmides en comparaison avec les régions homologues de la D. melanogaster le génome prend en charge le in situ résultats d'hybridation. Les fosmides du chromosome dot de D. virilis ont des répétitions CA/GT avec une longueur moyenne de 36 pb et une densité totale de 0,15%. Les régions du D. melanogaster Le chromosome dot homologue à ces fosmides n'a qu'une seule répétition CA/GT, longue de 21 pb, ce qui donne une densité totale CA/GT de 0,0069 %. Dans le D. virilis clones cartographiés sur les principaux chromosomes, 0,96 % de l'ADN est constitué de CA/GT, la répétition moyenne étant de 32 pb de long. Dans les régions homologues de la D. melanogaster génome, 0,32 % de l'ADN est CA/GT, la longueur moyenne des régions dinucléotidiques étant de 24 pb. Ainsi, alors que le D. virilis le chromosome dot a un niveau de CA/GT inférieur à celui des principaux bras chromosomiques (environ six fois moins que D. virilis et environ deux fois moins que D. melanogaster), il a un niveau environ 20 fois plus élevé de cette répétition que celui trouvé dans le chromosome du point de D. melanogaster.

Répéter l'analyse

Analyse initiale des éléments répétitifs connus dans le D. virilis contigs a été réalisée à l'aide de RepeatMasker [45]. RepBase 8.12 [46, 47] contient des répétitions préalablement caractérisées de la D. virilis groupe d'espèces. Comme approche initiale simple, nous avons recherché de novo se répète en comparant les séquences des fosmides entre elles, en recherchant des régions de haute similarité par BLASTN [48]. La plupart des séquences répétées apparemment nouvelles identifiées par cette technique étaient immédiatement adjacentes aux répétitions connues identifiées par RepeatMasker et étaient donc supposées être des extensions non masquées de ces répétitions. Quelques nouvelles répétitions ont été identifiées qui n'étaient similaires à aucun autre élément répétitif connu, étiquette de séquence exprimée (EST) ou séquence protéique. En utilisant cette technique simple, les nouvelles répétitions constituaient moins de 1% de l'ADN répétitif total. Cependant, étant donné la petite taille de notre ensemble de données (0,65 Mo), il est possible que des éléments répétitifs aient été manqués.

La figure 6a montre la densité de répétition de différentes classes d'éléments répétitifs dans le D. virilis contigs et les régions comparables de la D. melanogaster génome utilisant RepeatMasker/RepBase (Drosophile paramètres par défaut) plus ce simple de novo Technique BLASTN. Bien qu'il existe une certaine variation dans la densité de répétition entre les contigs d'une région donnée (chromosome dot ou chromosome majeur), les totaux semblent représenter une valeur moyenne des contigs étudiés. En utilisant cette analyse, la densité de répétition globale de la D. virilis dot chromosome contigs est de 14,6%, la moyenne des densités de répétitions individuelles est de 15,4% ± 7,9%. La densité de répétition globale de l'homologue D. melanogaster régions est de 25,3 %, la moyenne des densités de répétition individuelles est de 24,7 % ± 5,4 %. Fosmides du chromosome dot de D. melanogaster montrent une densité constamment plus élevée de transposons d'ADN et DÎNER-1 éléments que les fosmides du chromosome du point de D. virilis. Comparaison de l'échantillon du chromosome du point de D. melanogaster analysés ici sur toute la partie baguée du chromosome du point (à l'aide de RepeatMasker et RepBase 8.12) montre des résultats très similaires (Figure 6a). En revanche, les bras euchromatiques des gros chromosomes de D. melanogaster et D. virilis ont des densités de répétition similaires, avec environ 6 % de la séquence classée comme répétitive. (Quesneville et al. [49] estiment la densité de répétition totale de D. melanogaster à 5,3 %.) D'autres types de répétition différaient également entre les deux espèces. Dans notre échantillon de ces bras chromosomiques, D. virilis a des répétitions plus simples et D. melanogaster a plus de rétroéléments. Dans l'ensemble, ces résultats suggèrent que la densité de répétition plus élevée et la surreprésentation des transposons d'ADN contribuent à la formation d'hétérochromatine sur le D. melanogaster point chromosomique. Cependant, parce que D. virilis n'est pas aussi bien étudié que D. melanogaster, il est possible que cette approche manque quelques répétitions non caractérisées. Pour résoudre ce problème, nous avons entrepris plusieurs stratégies différentes.

Répétez l'analyse de D. virilis contigs par rapport aux D. melanogaster génome. La densité de répétition, définie comme le pourcentage de la séquence totale (en paires de bases) qui a été annotée comme répétitive a été calculée en utilisant le D. virilis séquence fosmide obtenue dans cette étude et régions homologues de D. melanogaster (voir Matériels et méthodes). D. melanogaster et D. virilis ont une faible densité de répétition très similaire sur les principaux bras chromosomiques, et une densité de répétition similaire mais beaucoup plus élevée sur les chromosomes en points. (une) Pourcentage de répétition pour chaque type identifié par RepeatMasker à l'aide de RebBase 8.12 avec des répétitions supplémentaires identifiées dans une comparaison globale BLASTN des séquences de fosmides présentées ici. (b) Pourcentage de répétition pour chaque type identifié par RepeatMasker à l'aide de la Superlibrary (voir le texte pour la description). Le chromosome du point de D. melanogaster a environ trois fois plus de séquences de transposons d'ADN que le D. virilis point chromosomique. Les répétitions « inconnues » sont celles de RebBase 8.12 et du D. virilis Bibliothèque PILER-DF qui n'a pas été classée selon le type.

Des enquêtes récentes ont développé de multiples outils de recherche pour de novo identification de nouvelles séquences répétitives dans les assemblages de génomes [50, 51]. À l'aide de ces outils, nous avons créé une « superbibliothèque » dans laquelle nous avons ajouté des séquences de bibliothèques spécifiques aux espèces des deux D. melanogaster et D. virilis à la bibliothèque d'éléments transposables (TE) de drosophile RebBase 8.12 pour générer une bibliothèque avec le moins de biais possible. Les répétitions supplémentaires provenaient de trois sources. Deux nouveaux éléments répétitifs qui ont été identifiés dans D. melanogaster utilisant le programme PILER-TR ont été ajoutés [50]. Nous avons également ajouté un ensemble complet de 66 éléments de D. virilis identifié par l'analyse PILER-DF (C Smith et G Karpen, communication personnelle) des D. virilis assemblage du génome entier [52]. Enfin, une séquence récemment identifiée de DÎNER-1 de D. yakuba a été ajouté [53].

La totalité de la D. virilis et D. melanogaster les séquences utilisées dans cette étude ont ensuite été analysées pour l'ADN répétitif à l'aide de RepeatMasker avec cette Superlibrary. Cette approche a identifié une densité de répétition totale de la D. virilis contigs du chromosome dot de 22,8%, tandis que les régions homologues du D. melanogaster dot chromosome ont 26,5% d'ADN répétitif (Figure 6b). En utilisant la même superbibliothèque, les segments des principaux chromosomes de D. virilis ont une densité de répétition totale de 8,4 %, par rapport à D. melanogaster chromosomes majeurs, qui ont une densité de 6,8 %. Cette analyse montre que la densité globale de répétitions sur le D. virilis et D. melanogaster dot chromosome fosmides est similaire et significativement plus élevée que la densité de répétitions sur les principaux chromosomes de l'une ou l'autre espèce. D'autres techniques d'analyse utilisées pour évaluer la différence entre les D. virilis et D. melanogaster séquences, y compris une comparaison TBLASTX à l'aide d'une bibliothèque RebBase 8.12 à partir de laquelle les séquences d'invertébrés avaient été supprimées [49, 54], et un assemblage de bibliothèque Repeat Scout [51], ont également montré peu de différence dans la quantité totale de séquences répétitives trouvées dans le D. virilis et D. melanogaster séquences de points (non représentées). Ainsi, toutes les techniques de suivi appliquées indiquent que les séquences des chromosomes en points des deux D. virilis et D. melanogaster sont enrichis en séquences répétitives par rapport aux séquences dérivées des principaux chromosomes des deux espèces. L'analyse de chaque contig ainsi que la représentation totale de chaque type de répétition est présentée dans le tableau 2 et dans la figure 6b. Le contraste entre les résultats montrés dans la figure 6a et ceux montrés dans la figure 6b illustre le problème posé par les bibliothèques de répétition biaisées, un problème qui doit être soigneusement pris en compte dans les études de ce type. L'observation que trois analyses différentes (discutées ci-dessus) appuient les résultats présentés à la figure 6b donne confiance aux conclusions dérivées ici.

Alors que la densité globale des éléments répétitifs est similaire, il existe une différence majeure dans la densité des transposons d'ADN (tableau 2). Du D. melanogaster dot chromosome ADN de notre échantillon, 18,6% se compose de restes de transposons d'ADN, y compris des séquences de 1360 éléments, P éléments (artefacts et fragments associés), Tc1 éléments et DÎNER-1. Seulement 6,4% de ces régions du chromosome dot de D. virilis se compose de restes de transposons d'ADN, environ une réduction de trois fois. La majeure partie de la séquence répétitive dans le D. virilis les fosmides dot classés provisoirement comme transposons d'ADN sont le centroïde dvir.16.2 et le centroïde dvir.16.17, séquences identifiées dans l'analyse PILER-DF. Le tableau 3 montre l'élément de répétition et la classe des répétitions les plus courantes dans le D. virilis et D. melanogaster dot chromosome contigs étudiés ici, tels qu'identifiés par RepeatMasker/Superlibrary. Les familles de transposons d'ADN sont préférentiellement représentées dans D. melanogaster, tandis que les rétroéléments (LINEs et LTRs) sont plus fréquents dans D. virilis. L'examen des résultats quantitatifs du tableau 2 suggère que le chromosome du point de D. virilis a une augmentation des rétroéléments (9,1%) par rapport aux régions homologues de D. melanogaster (4,2%). Cependant, cette différence semble être due à un biais d'échantillon, puisque RepeatMasker/RebBase 8.12 classe 8,7% de l'ensemble D. melanogaster chromosome dot comme rétroéléments.

DÎNER-1, aussi connu sous le nom ADNREP-1 ou INE-1, est un élément répétitif très commun dans le génome de D. melanogaster [55]. La densité de DÎNER-1 éléments est particulièrement élevé sur le chromosome du point de D. melanogaster, plus que sur les bras chromosomiques principaux ou sur le chromosome point de D. virilis [17, 56]. En utilisant notre processus d'identification de Superlibrary et de répétition, RepeatMasker identifie 0,1% des D. virilis contigs sous forme de séquences ayant une similitude significative avec DÎNER-1 éléments, tandis que dans les régions homologues de la D. melanogaster point la densité est de 10,5%. (L'ensemble D. melanogaster le point a une incidence de 9,2 % de DÎNER-1 éléments, évalués à l'aide de RepeatMasker/Superlibrary.) Il y a eu un débat considérable quant à l'origine de DÎNER-1 éléments [56, 57]. Kapitonov et Jurka [57] ont récemment suggéré que DÎNER-1 est un rétrotransposon basé sur l'homologie à un D. virilis Pénélope accession GenBank, mais séquences avec homologie avec DÎNER-1 dans cette adhésion tombent en dehors du cadre canonique Pénélope séquence [58] (C Bergman, communication personnelle). Analyse de DÎNER-1 éléments dans D. yakuba suggère un sursaut de transposition relativement récent chez cette espèce. Une séquence consensus basée sur ces récentes DÎNER-1 Les éléments ne contiennent pas de longues répétitions terminales ni de queue poly-A (évocatrice d'un rétroélément), mais ont une répétition parfaite terminale de 12 pb, une caractéristique des transposons [53]. Ainsi, bien que nous ayons fourni des statistiques distinctes pour cette classe, nous considérons DÎNER-1 éléments pour être des restes de transposon d'ADN. Des statistiques distinctes sont également fournies dans le tableau 2 pour les 1360 Fragments de transposon d'ADN, car cette classe est particulièrement intéressante en tant que cible potentielle pour la formation d'hétérochromatine, comme discuté ci-dessus. Encore une fois, cette famille s'est considérablement enrichie en D. melanogaster dot chromosome fosmides, constituant 4,1% de l'échantillon d'ADN, contre 0,8% dans D. virilis dot des fosmides chromosomiques et 0 % dans les échantillons des principaux bras chromosomiques.

Les éléments transposables sont beaucoup plus répandus dans les introns des gènes hétérochromatiques que dans les introns des gènes euchromatiques [4], ce qui peut contribuer à l'évolution et à la structure des gènes dans l'hétérochromatine. En nous concentrant sur la densité totale de répétitions (et non sur le type de répétition), nous avons analysé les introns de tous les contigs avec une base de données de répétitions générée en combinant la sortie RepeatScout des deux D. melanogaster et le D. virilis assemblages de génomes entiers. En utilisant RepeatMasker avec cette bibliothèque (en omettant la faible complexité et les répétitions simples), on constate que les introns du D. virilis les gènes du chromosome dot étudiés ici contiennent 27,0 % d'éléments répétitifs, tandis que dans les régions homologues du D. melanogaster dot, 33,1 % des introns sont constitués d'éléments répétitifs. Analyse des contigs des principaux chromosomes de D. virilis et les régions homologues de D. melanogaster n'a trouvé aucun élément transposable reconnaissable dans les introns. Ainsi, les deux chromosomes à points sont à cet égard plus similaires l'un à l'autre qu'ils ne le sont aux chromosomes principaux de l'une ou l'autre espèce.

En comparant les figures 6a et 6b, il apparaît que les deux stratégies de recherche répétées représentées ont donné des résultats très différents. D. melanogaster et D. virilis sont assez proches les uns des autres sur le plan phylogénétique, mais l'utilisation de la bibliothèque RepBase précédemment définie, qui a une bonne représentation de D. melanogaster répète, était insuffisant pour trouver tous les D. virilis répétitions, en particulier sur le chromosome du point. Ce résultat souligne l'importance d'utiliser des techniques telles que PILER pour trouver des répétitions spécifiques à une espèce lorsque de nouvelles espèces sont séquencées, même lorsque des séquences répétées sont disponibles à partir d'une espèce voisine bien étudiée. S'appuyer sur des bases de données de répétition existantes peut conduire à des estimations faussement basses du contenu de répétition.


La base génétique des différences de phéromones femelles entre Drosophila melanogaster et D. simulans

Les signaux chimiques sont un moyen par lequel de nombreuses espèces d'insectes communiquent. Les différences dans la combinaison de produits chimiques de surface appelés hydrocarbures cuticulaires (CHC) peuvent influencer le comportement d'accouplement et affecter l'isolement reproductif entre les espèces. Des gènes influençant trois composés CHC ont été identifiés chez Drosophila melanogaster. Cependant, la base génétique d'autres composés de CHC, si ces gènes affectent les différences d'espèces dans les CHC, et l'effet résultant des gènes sur l'accouplement interspécifique, reste inconnu. Nous avons utilisé une cartographie à petite échelle des déficiences du troisième chromosome pour identifier 43 régions génomiques qui influencent la production de CHC chez les femelles D. melanogaster et Drosophila simulans. Nous avons identifié 23 petites régions génomiques supplémentaires qui affectent la divergence interspécifique dans les CHC entre les femelles de ces deux espèces, dont l'une couvre deux gènes connus pour influencer la production de plusieurs CHC au sein de D. melanogaster. En testant ces gènes individuellement, nous avons déterminé que desat1 affecte également la divergence interspécifique dans un composé CHC, tandis que desat2 n'a aucun effet sur la divergence interspécifique. Thus, some but not all genes affecting intraspecific amounts of CHCs also affect interspecific divergence, but not all genes or all CHCs. Lastly, we find no evidence of a relationship between the CHC profile and female attractiveness or receptivity towards D. melanogaster males.

Déclaration de conflit d'intérêts

Les auteurs déclarent n'avoir aucun conflit d'intérêts.

Les figures

Creation of female offspring used…

Creation of female offspring used for deficiency mapping to locate genes contributing to…

Mirrored CHC profiles for female…

Mirrored CHC profiles for female D. melanogaster ( une ) et D. simulans…

Variation among deficiency lines and…

Variation among deficiency lines and genotypes in relative concentration of ( une )…

Biochemical pathway overview ( a…

Biochemical pathway overview ( une ) and specific steps ( b ) for…


The Scientific Importance of Drosophila Melanogaster

Drosophila melanogaster, or the fruit fly as it is more commonly called, has played an important part in science. It has aided scientists in the discovery of many different principles. Its importance continues today.

The fruit fly has been used for approximately a century in scientific research, according to the University of Michigan Museum of Zoology. It has played an especially large role in the study of genetics. Thomas H. Morgan utilized the fruit fly to prove the chromosomal theory of inheritance. This showed that chromosomes carry genetic information. The fruit fly was vital in discoveries regarding gene mapping, multiple alleles, spistatis and sex-linked inheritance. Research continued on Drosophila melanogaster by H. Sturtevant. He created genetic maps of the fruit fly.

There are various reasons why Drosophila melanogaster has been such an ideal subject for studies in genetics and biology. First, it can reproduce very easily in captivity. It is very easy to breed many different subjects for use in studies.

The fruit fly has a very short lifespan. In seven days it matures into an adult. Because of this, researchers could study many generations in a short span of time. This is especially useful for genetic research.

It is simple to care for fruit flies. It is also inexpensive. Fruit flies reproduce very quickly, with one female creating a hundred eggs every single day. It is easy to tell the difference between males and females, as well as identify virgin females. There are only four pairs of chromosomes, and this makes it very easy to study them. Meiotic recombination does not occur in males. Also, because they have been studied so extensively, their entire genome was sequenced, allowing for easy research. All of these traits make Drosophila melanogaster the ideal subject to use in scientific research.

Despite the simplicity of Drosophila melanogaster, scientists can learn a great deal about genetics and biology from it. Many of the same principles about genetics are the same for fruit flies and other animals, including humans.

Drosophila melanogaster is even used to teach children about the importance of science. The same benefits that make it a great subject for established research scientists make it easy to use for high school and college students, according to the biology department at the University of Arizona. Thus they can help teach the next generation of scientists.

Although Drosophila melanogaster are simple creatures, their contribution to science through the years has been nothing short of amazing. They continue to be studied all over the world.


Invertebrate Learning and Memory

Thomas Riemensperger , André Fiala , in Handbook of Behavioral Neuroscience , 2013

Introduction: Strategies to Determine Neuronal Substrates Underlying Learning and Memory

Neuroscientific research on learning and memory ultimately aims to reveal neuronal structures and cellular mechanisms through which experience-dependent information is acquired, stored, and retrieved by neuronal circuitries of the brain. 1 To gain access to the neuronal circuits and biophysical mechanisms mediating changes in behavior, two general strategies are possible: (1) observation of neuronal processes in correlation with learning or memory retrieval and (2) experimental interference with neuronal processes to systematically manipulate learning and memory formation. To facilitate experiments, ‘simplified systems’ have often been chosen as preferred objects of research. The reasons for using a particular model system, be it an entire animal or a piece of nervous tissue, are usually due to technical advantages. The nervous system of marine snails consists of large neurons that can easily be impaled with recording and stimulation electrodes. 2 Honeybees exhibit a remarkable complexity in their learning capabilities, and electrophysiological approaches, optical imaging techniques, or pharmacological interventions are possible, for which the relative diminutiveness of the brain compared to that of mammals provides clear advantages. 3 Rodent model systems are attractive objects of study because of their relative evolutionary proximity to humans compared to invertebrates. Here, often ‘simplified systems’ are extracted by using isolated circuits, such as hippocampus slices. 2 For a long time, the fruit fly Drosophila melanogaster has been a favorite organism for geneticists, mainly due to the fast reproduction cycle and the large number of offspring that facilitates the screen for mutants. 4 Whereas this has been an excellent model organism for genetic studies, for many decades it was not useful for physiological investigations: Its small neurons and fine neurites are not advantageous for electrophysiological analyses of individual neurons, and electrophysiological techniques have long been restricted mainly to extracellular sensillum recordings 5 and recordings from neuromuscular preparations of the larval body wall. 6 However, two developments have made Drosophile amenable for physiological studies. First, germline transformation 7 and the versatility of binary expression systems 8 provide the possibility to target transgenes to distinct and defined populations of neurons. 9 Second, new proteins as molecular tools have been designed that can be transgenically expressed. DNA-encoded fluorescence probes can be targeted to defined cells in order to observe diverse parameters of cellular functions, such as calcium influx, second messenger-dependent signaling, and synaptic transmission, 10 and the discovery of light-sensitive cation channels has made it possible to manipulate the membrane potentials of neurons simply by illumination—a technology that is generally termed ‘optogenetics.’ 11,12 Because these molecular techniques—optical imaging of cellular processes using DNA-encoded probes and optical activation of neurons using light-gated cation channels—resemble the use of recording and stimulation electrodes in electrophysiology, we refer to these in combination as optophysiological approaches.

Understanding biochemical and physiological mechanisms that mediate learning and memory formation requires some knowledge about where in the brain those changes may happen that are causative for it. This classical ‘localization problem’ is not easy to solve, and it cannot be solved with a single experimental approach. 13 To determine whether distinct changes in neuronal activity (here subsuming all possible neuronal processes that can potentially be altered during learning, such as changes in synaptic transmitter release, postsynaptic excitation, or excitability of circuits in general) are indeed the biophysical substrates through which learning and memory observed in behavior are manifested, several experimental tests have been formulated. 13–16 Although experiments to determine whether neuronal substrates are necessary and sufficient to promote a certain type of learning differ slightly among researchers, 13–16 they generally include (1) disruptive alterations of neuronal functions, (2) detectability of changes in correlation with experience-dependent changes in behavior, and (3) artificial mimicry of changes in neuronal function that can substitute for a natural change in behavior. Here, we summarize how the use of optophysiological tools, among others, may contribute to such experiments.

To illustrate the technical approaches, we restrict ourselves to differential associative olfactory learning and the formation of short-term memory in D. melanogaster, 17,18 a learning paradigm that is widely used ( Figure 6.1A ). In this classical conditioning procedure, one odor as conditioned stimulus (CS+) is presented to a group of fruit flies in temporal coincidence with an electric shock as unconditioned stimulus (US). A second odor is presented without any punishment (CS–). In a subsequent test situation, the animals can chose between the two arms of a T-maze that contain either the CS+ or the CS–. Learning and short-term memory are assessed by calculating the proportion of animals avoiding the odor that has been associated with the electric shock in comparison to the total number of flies. 18 The neuronal pathways through which olfactory information is processed in the Drosophile brain have been characterized to some extent ( Figures 6.1B and 6.1C ). 20–22 Fruit flies perceive odors by olfactory sensory neurons housed within sensillae of various morphological types that are located on the third antennal segments and the maxillary palps. 23 Olfactory sensory neurons project via the antennal nerves to the antennal lobes, the primary olfactory neuropils of the insect brain, and ramify their terminal aborizations in spherical structures called glomeruli. 24 The basic logic of connectivity is simple: Those sensory neurons that express a given specific olfactory receptor target one or very few identifiable glomeruli. 24–26 Excitatory and inhibitory local interneurons that interconnect glomeruli process the odor information with the antennal lobe, 27–29 and olfactory projection neurons convey the odor information further to the lateral protocerebrum and the mushroom body. 30–32 The logic of odor coding is crucially different between the antennal lobe and the mushroom body. Whereas odors are represented at the level of the antennal lobes in terms of spatiotemporal patterns of overlapping glomerular activity, 33,34 the intrinsic mushroom body neurons (Kenyon cells) show a sparse response to particular odor stimuli—that is, only a small fraction of the approximately 2500 Kenyon cells per hemisphere selectively respond to a particular odor with the generation of very few action potentials. 35,36 This particular coding scheme appears favorable for selectively assigning positive or negative values to a given odor representation through associative learning ( Figure 6.1C ). 21,37 Modulatory neurons that release biogenic amines as transmitters (e.g., dopamine and octopamine) and that broadly innervate mushroom bodies are assumed to carry the value information evoked by the US. 21,37 The following sections summarize the experimental approaches that have been used to test this idea.

Figure 6.1 . Classical olfactory conditioning in Drosophila.

(A) Schematic depiction of a differential conditioning paradigm. 18 During training, flies are sequentially exposed to a non-reinforced odor (CS–) and, with a delay, an odor (CS+) that is temporally paired with an electric shock (unconditioned stimulus). Subsequently, the flies are transferred to a T-maze in which they approach or escape either of the two presented odors. (B) Illustration of the olfactory pathway in the Drosophile brain. Odors are perceived by receptors located on the antennae (AN) and conveyed by olfactory sensory neurons (yellow) to the antennal lobes (AL). Olfactory projection neurons (green) convey the information to the mushroom bodies (MB) and the lateral horn (LH). (C) Hypothetical neuronal circuit mediating olfactory associative learning. Odor stimuli are encoded at the level of the antennal lobes as combinatorial glomerular activity patterns and conveyed to the intrinsic mushroom body neurons (Kenyon cells). Here, olfactory information is represented as sparse neuronal activity. Punishment is mediated by dopaminergic neurons, and in coincidence with odor-evoked activity transmission by Kenyon cell output synapses is modified. (D) Temperature-dependent suppression of neurotransmitter release using shibire ts , a temperature-sensitive variant of the protein dynamin. 19 A temperature shift from the permissive (22°C) toward the restrictive (30°C) temperature suppresses synaptic vesicle recycling, ultimately causing a disruption of synaptic transmission.


Male-Male Courtship Pattern Shaped By Emergence Of A New Gene In Fruit Flies

When a young gene known as sphinx is inactivated in the common fruit fly, it leads to increased male-male courtship, scientists report in the May 27, 2008, issue of the Proceedings of the National Academy of Sciences. High levels of male-male courtship are widespread in many fly species, but not in Drosophila melanogaster, the tiny insect that has been a mainstay of genetic research for more than a century.

In 2002, the research team of Manyuan Long, professor of ecology and evolution at the University of Chicago, and colleagues discovered that D. melanogaster possessed the sphinx gene--and other fly species did not.

In order to study the function of this two million-year-old gene, Hongzheng Dai and Ying Chen--former graduate students in Long's lab and first authors of this study--created flies with a suppressed version of the sphinx gene, which is expressed in male reproductive glands. Loss of the gene produced no apparent changes.

"The flies looked normal," Long said. But when the researchers put two males that lacked the sphinx gene together, they noticed that the males were "interested in other males."

They repeated the experiment many times, Long said. It consistently produced the same results. Males without sphinx pursued each other more than 10 times longer than did males with a working copy of the gene. They performed all stages of normal male-female courtship--orienting, tapping, singing, licking, attempting--except for copulating.

"Male-male courtship might have been common in the ancestral D. melanogaster population," Long said. "Sphinx appears to have evolved to reduce this in one single species." By silencing this gene, the researchers may have generated an ancestral genotype that existed before sphinx originated.

D. melanogaster separated from related species about three million years ago, the researchers say. Male-male courtship could have been common among the fly's ancestors before that separation up to at lease 25-30 million years ago.

"Species that don't have this gene show more male-male courtship behavior than those that do have it," Long said. "The absence or presence of the sphinx gene appears to regulate the diversity of male-male courtship behavior among flies. This suggests that the genetic control of male courtship is an evolving system, which can recruit new genetic components and change courtship behaviors."

"This is the genetic interpretation," Long said. "Of course other factors, like the environment, are also likely to have an influence."

The scientists also noticed that groups of males without a working copy of sphinx tended to behave differently, often forming chains of flies positioned behind each other. This is a typical male-male courtship behavior, Long said, not seen in male-female relations.

Female flies without sphinx, on the other hand, did not show any changes in reproductive behavior compared to females with sphinx. This is not surprising, the authors say, since the sphinx gene is not expressed in female reproductive tissues.

Normal females were not able to attract the attentions of sphinxless males, which were more interested in each other than in females. But when these males could not complete the copulation process with other males, they would return to the females, Long said.

"Sphinx is not a protein-coding gene, but an RNA gene," Long said. "So, the question is: How do RNA genes interact and regulate other genes" We are exploring this in our lab."

The study was supported by the National Institutes of Health, the National Science Foundation, the David and Lucile Packard Foundation and the Leukemia and Lymphoma Society. Additional authors are Sidi Chen, Qiyan Mao, David Kennedy, Patrick Landback and Wei Du from the University of Chicago and Adam Eyre-Walker from the University of Sussex, Brighton, U.K.

Source de l'histoire :

Matériel fourni par University of Chicago Medical Center. Remarque : Le contenu peut être modifié pour le style et la longueur.


Lethal Gene Keeps Fly Species Separate

Research uncovers new information about the biological processes that help ensure that two fly species don't interbreed.

Pour some cold cream into a cup of hot, black coffee, and you end up with a drink that&rsquos midway between the two ingredients in color, temperature, and flavor. A similar kind of blending can occur if members of closely related species frequently mate with each other, but many species have mechanisms to prevent such mixing. Now, Howard Hughes Medical Institute scientists have discovered one of the few genes that ensures that two species don&rsquot interbreed.

HHMI investigators Harmit Malik of the Fred Hutchinson Cancer Research Center and Jay Shendure of the University of Washington and their colleagues devised a new mutagenesis-based approach to investigate the molecular genetic basis of speciation. They used this approach to identify a gene that kills male offspring that result from mating between two fruit fly species. &ldquoIt&rsquos a pretty big step in our understanding of what is the biological process that leads to incompatibility&rdquo between different species, says Malik. He and his colleagues reported their findings on December 18, 2015, in the journal Science.

More than 150 years ago, Charles Darwin noted that interbreeding between species could blur their differences. &ldquoSpecies within the same country could hardly have kept distinct had they been capable of crossing freely,&rdquo he wrote in À propos de l'origine des espèces. A variety of obstacles can prevent species from intermixing, producing what scientists term reproductive isolation. The species may reproduce at different times of the year, for example, or their progeny may die or be sterile, as is the case for mules, the offspring of mating between horses and donkeys. Although researchers have been searching for genes that keep species separate, Malik notes that so far, &ldquothere are very few cases in which we can say, &lsquothis gene is mediating reproductive isolation.&rsquo&rdquo

Two of the genes scientists have uncovered enable the fruit fly Drosophila melanogaster to remain reproductively isolated from the similar fly species D. simulans. Both species live throughout much of the world, giving them plenty of opportunities to interbreed in the wild. Yet when a female D. melanogaster and a male D. simulans mate, only their female offspring live all of the males die shortly after hatching.

Researchers aren&rsquot sure why the female offspring don&rsquot perish, but they&rsquove shown that the genes Hmr et Lhr are partly responsible for the deaths of the hybrid males. Evidence suggested that a third gene was also involved, but nobody had identified it.

Nitin Phadnis, who was a postdoctoral researcher in Malik&rsquos lab and is now on the faculty at the University of Utah, designed an ingenious experiment to ferret out this elusive gene. The team fed male D. simulans flies a chemical that triggers mutations. The researchers hoped that in some flies these alterations would occur in the gene they were searching for and disable it. Although these flies would be extremely rare, the scientists would be able to recognize them because their sons would survive. After nearly two years of crossbreeding flies and sorting through more than 330,000 of their progeny, Malik and colleagues tallied only six living male offspring.

But that was enough to pinpoint the gene. When the scientists sequenced the genomes of these flies, they discovered that all six carried mutations in gfzf, a gene that helps orchestrate cell division. To demonstrate that gfzf was the third killer gene, the researchers engineered female D. melanogaster flies to produce a type of RNA molecule that shuts down the D. simulans version de gfzf. The team then bred the engineered females with male D. simulans mouches. Some sons from these crosses inherited their mothers&rsquo ability to shut down the D. simulans version de gfzf. These lucky males didn&rsquot die young, confirming the team&rsquos identification of gfzf.

Malik and colleagues determined that gfzf kills male offspring when they are starting to transform from larvae into adults. Only a small fraction of the cells in a larva produce all of the cells in an adult fly, and these larval cells need to divide rapidly. Cependant, gfzf curtails cell reproduction in hybrid male offspring, preventing them from generating the new cells required to form an adult body.

&ldquoIt&rsquos so difficult to identify these genes&rdquo that produce reproductive isolation, says Malik. &ldquoI&rsquom hopeful that the strategy we identify in this paper will give us a bounty of genes in the future.&rdquo Malik adds that there&rsquos suggestive evidence that a fourth gene helps the two fly species remain reproductively isolated, and he and his colleagues have begun looking for it.


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